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Axes de recherche des trois équipes de RMN I2BC

1. Equipe "Enveloppe nucléaire, télomères et réparation de l’ADN".

Contacts pour les études RMN : Sophie Zinn-Justin

Cette équipe se concentre sur la description des complexes impliqués dans le contrôle de la stabilité du génome en utilisant une approche de biologie structurale intégrative : diffusion des rayons X aux petits angles (SAXS), résonance magnétique nucléaire (RMN), cristallographie aux rayons X et microscopie électronique fournissent des données expérimentales, qui sont incorporées dans des calculs de modélisation moléculaire pour obtenir des modèles en trois dimensions des complexes. L’analyse de ces modèles permet une meilleure compréhension de la façon dont les réseaux d’interactions protéine-protéine contrôlent la stabilité du génome. Parce que ces réseaux sont très régulés et sont interconnectés, les complexes protéiques ont un comportement dynamique : leur composition moléculaire et leur architecture évoluent. Le laboratoire vise à identifier des interactions de faible affinité entre les domaines protéiques, à caractériser leur mode d’interaction avec une résolution atomique et à élucider leur mode de régulation par fluorescence, calorimétrie et résonance magnétique nucléaire. L’impact des modifications post-traductionnelles des protéines sur leur structure en trois dimensions et leurs propriétés de liaison est étudiée par résonance magnétique nucléaire in vitro et en extraits cellulaires (Bourgeois et al., Science Signaling 2013).

De plus, cette équipe a développé un partenariat solide avec la communauté des virologistes travaillant sur les bactériophages. Elle a déterminé la structure tridimensionnelle de protéines appartenant à plusieurs particules de phage. Cela a conduit au calcul de modèles pseudo-atomiques de sous-complexes viraux, basés sur des données de résonance magnétique nucléaire, de cristallographie aux rayons X et de microscopie électronique (Lhuilier et al, PNAS 2009 ; Chagot et al, 2012 Proteins).

2. Equipe "Assemblages moléculaires et signalisation".

Contact pour les études RMN : Françoise Ochsenbein

Cette équipe combine des stratégies informatiques et expérimentales pour élucider les bases moléculaires qui sous-tendent l’ensemble dynamique de réseaux de protéines spécifiques. La plupart des voies de signalisation comptent sur les interactions transitoires entre les protéines de manière à éteindre et sur les réponses cellulaires spécifiques. La principale préoccupation de cette équipe est de caractériser à haute résolution de la structure des complexes et élucider les mécanismes sous-jacents de leur assemblage (Andréani et al., Bioinformatics 2013 ; Jiao et al., PNAS 2012 ; Faure et al., NAR 2012). La possibilité de perturber ces interactions protéine / protéine par des composés exogènes spécifiques ouvre roman et des perspectives fascinantes. Dans ce cadre, cette équipe a entrepris la conception rationnelle de composés qui inhibent assemblages de protéines activées après un stress génotoxique.

La spécificité de l’approche de cette équipe est de coupler des stratégies prédictives basées sur le développement d’outils originaux en bioinformatique structurale et un vaste ensemble de techniques expérimentales. Parmi elles, citons la RMN, un large panel de méthodes biochimiques et biophysiques ainsi que la biologie moléculaire. Françoise Ochsenbein supervise l’ensemble des approches expérimentales, en particulier, la détermination des structures des protéines et de leurs complexes par RMN et par des techniques de biochimie. Son activité antérieure, concentrée sur le design de domaines d’annexine fonctionnels (3 brevets, création de la société Bionexis), est adaptée pour mener à bien nos projets structuraux aussi bien sur le plan de la compréhension fondamentale des mécanismes d’assemblages des protéines que pour permettre l’ingénierie de composés qui régulent ces interactions.

3. Equipe "Interactions et Mécanismes d’Assemblage"

Contact pour les études RMN : Yves Boulard

L’équipe a en collaboration avec le laboratoire de Patrick Berthault (CEA/DSM/IRAMIS ) utilisé la RMN du xenon 129 hyperpolarisé comme une sonde biologique ultra sensibles à des fins de diagnostic. En particulier, l’équipe a contribué à développer des biosondes encapsulant le xénon polarisé à l’aide de lasers (Delacour et al., 2013 Chemistry A European Journal) pour effectuer de l’imagerie par résonance magnétique in cellulo (Boutin et al., 2011 Bioorganic & Medicinal Chemistry ). Des biosondes ont également été conçues pour détecter de petites molécules telles que des métaux (Tassili et al., 2014 Analytical Chemistry) ou le peroxyde d’hydrogène (Dubost et al ., 2014 Angewandte Chemie ). Dans ce cas, nous tirons profit du fait que la réaction chimique va induire une variation du déplacement chimique du xénon encapsulé dans la molécule cage. Enfin, les propriétés de diffusion du xénon seul ont également été étudiées en interaction avec des suspensions de cellules. Ainsi il a été démontré que le spectre de xénon hyperpolarisé est une signature biologique de l’état vivant des cellules procaryotes ou eucaryotes (Boutin et al. , 2011 NMR in Biomedicine). L’équipe va maintenant étudier le mécanisme d’auto- assemblage de nanotubes. Dans certains cas, ces édifices sont formés par une unité moléculaire de base : un peptide. L’auto-assemblage des peptides dépend des conditions physico-chimiques (pH, des ions complémentaires et de la température). Par exemple, la Triptoréline est un décapeptide qui contient trois chaînes latérales aromatiques, mais aussi une histidine qui en fonction de son état de protonation peut être soit hydrophile et cationique (pH inf à 6.5) ou hydrophobe et aromatique (pH sup à 6.5). Ce peptide s‘auto-assemble dans des structures différentes associés à des changements drastiques dans sa conformation en fonction de son état de protonation. Les premiers événements de ce mécanisme seront analysés par RMN.



par Marion Blin - publié le